FUNDAMENTO
Determinar "in vitro" el grado de sensibilidad de los microorganismos frente a la acción de distintos agentes antimicrobianos. Esto permite seleccionar el compuesto más adecuado para el tratamiento de una infección bacteriana.
Las pruebas más utilizadas se basan en el enfrentamiento “in vitro” del microorganismo, aislado de una muestra biológica, con distintas concentraciones del antimicrobiano.
UTILIDAD CLÍNICA
La sensibilidad de una bacteria a un antimicrobiano viene dada por la CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA (CMI) que se define como la menor concentración de antimicrobiano que es capaz de inhibir el desarrollo de una cepa bacteriana dada. Algunos métodos también permiten determinar la CONCENTRACIÓN MINIMA BACTERICIDA (CMB) que es la menor concentración de antimicrobiano capaz de destruir una cepa bacteriana dada. Los métodos más utilizados para determinar la sensibilidad de una bacteria frente a un agente antimicrobiano son:
Métodos basados en la difusión: - Difusión en agar o difusión por disco - Epsilon test
Métodos basados en la dilución; - En agar - En caldo - Epsilon test
MATERIAL NECESARIO
Agar Muller Hinton
Discos antibioticos:
SXT:
NN
C
CF
GM
MÉTODO DE DIFUSIÓN EN AGAR:
PROCEDIMIENTO
Importante ponerse la bata y preparar el puesto de trabajo.
1- Se prepara un cultivo de 18 horas, de las bacterias que hay que ensayar, en agar tripticasa soja (TSA) o agar infusión cerebro corazón (BHIA).
2- Se prepara un inoculo bacteriano, que tenga una turbidez Equivalente al 0,5 de la escala de McFarland:
a) Depositando 3 o 4 colonias bacterianas, del cultivo anterior (cultivo de 18 h.), en 5ml de caldo tripticasa soja (TSB) o caldo de infusión cerebro corazón (BHI), e incubar a 37° C hasta que la turbidez sea visible (2-5 horas). Ajustar la turbidez con solución salina o con caldo de cultivo estéril hasta una turbidez equivalente al estándar 0,5 de McFarland.
b) Un método más rápido de preparar el inóculo consiste en suspender 3 o 4 colonias bacterianas del cultivo de 18 h. anterior, en 5ml de solución salina o de caldo de cultivo estéril, hasta lograr la turbidez equivalente al estándar 0,5 de McFarland.
3- Sumergir, en el inóculo, un hisopo de algodón y eliminar el exceso presionándolo sobre la pared interna del tubo que lo contiene y por encima del nivel del caldo de cultivo.
4- Inocular la superficie de una placa de agar de Müeller-Hinton con el hisopo, pasándolo uniformemente por toda la superficie en tres direcciones. Por último pasar el hisopo por el reborde la placa de agar. Dejar secar 5 minutos.
5- Con unas pinzas estériles, colocar los discos de antibiótico sobre la superficie del agar apretándolos suavemente , o bien utilizar un dispensador de discos. Los discos no deben estar a menos de 15 mm de los bordes de la placa y lo bastante separados entre ellos para que no se superpongan las zonas de inhibición (aproximadamente 20 mm). Dejar las placas 15 minutos a temperatura ambiente parar que comiencen a difundir los antibióticos.
6- Incubar la placa en posición invertida a 37° C durante 18-24 horas.
7- Medir los diámetros de las zonas de inhibición con una regla o un calibrador, utilizando luz reflejada sobre fondo negro.
RESULTADOS:
Mediante una regla milimetrada se mide el diámetro del halo de inhibición para cada antibiótico (la zona circular sin crecimiento bacteriano que puede aparecer alrededor del disco). A continuación se lleva el resultado de la medición a una tabla para establecer el grado de sensibilidad del microorganismo a ese antibiótico.
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